FIONA: Functional Imaging Of Nuclear Architecture
Notre groupe étudie les mécanismes physiques gouvernant l'organisation dynamique de la chromatine et des protéines in vivo. Le noyau contient l'une des molécules les plus intrigantes, l'ADN, ainsi que des millions de protéines. Loin d'être des structures à organisation statique à l'intérieur des cellules vivantes, ces assemblages moléculaires se forment et se dénouent en permanence en fonction de leurs besoins fonctionnels. Comment notre génome s'intègre-t-il dans un noyau environ 200 000 fois plus petit que l'ADN déballé ? Comment des millions de protéines diffusent, trouvent leur cible et s'assemblent en condensats pour remplir leur fonction biologique dans la bonne fenêtre temporelle et spatiale ? Nos recherches portent sur ces questions passionnantes en utilisant des approches multi-échelles combinant microscopie super-résolution, analyse d'image avancée, génétique, micro-fluidique.
Notre recherche est organisée en 3 thèmes :
Organisation dynamique de la chromatine lors de dommages à l'ADN
Organisation dynamique du noyau dans les cellules sous pression
Séparation de phase en tant qu'organisateur nucléaire
Approches expérimentales :
Nous utilisons la microscopie à molécule unique (PALM - Photo Activable Localization Microscopy, STORM - Stochastic Optical Reconstruction Microscopy et Single Particle Tracking - SPT) pour visualiser et quantifier le comportement de molécules individuelles in vivo. Nous utilisons la levure bourgeonnante comme système modèle permettant de puissantes manipulations génétiques, ainsi que des cellules humaines.
Organisation dynamique de la chromatine lors de dommages à l'ADN
La mobilité de la chromatine est fortement altérée en réponse aux dommages à l'ADN dans la levure bourgeonnante et dans certaines cellules de mammifères. La figure résume les différents effets du DSB sur la dynamique de la chromatine (Figure de Miné-Hattab & Chiolo 2020, art par Olga Markova) :
I) les locus endommagés explorent un plus grand volume nucléaire pendant la HR dans la levure diploïde bourgeonnante, facilitant probablement la recherche d'homologie ;
II) la chromatine non endommagée devient également plus dynamique lors de la réparation DSB, bien que dans une moindre mesure que les sites de réparation. Un tel changement global montre que l'augmentation de la mobilité de la chromatine est une réponse générale suite aux DSB, et pas seulement une propriété intrinsèque de l'appariement homologue,
III) cluster de sites de réparation multiples
IV) Les DSB se relocalisent dans un compartiment sous-nucléaire spécifique lorsque la lésion occus dans des régions d'ADN difficiles à réparer.
Nous étudions les mécanismes gouvernant ces changements de mobilité de la chromatine lors de dommages à l'ADN et leurs conséquences.
Organisation dynamique du noyau dans les cellules sous pression
La plupart des études portant sur l'organisation nucléaire ont été menées dans des cultures cellulaires à croissance exponentielle, et l'imagerie cellulaire est ensuite réalisée sur des cellules cultivées ou disposées en monocouche. Dans ces conditions, il reste encore de l'espace de culture disponible et il n'y a pas de contrainte mécanique particulière. Cependant, dans la nature, les cellules doivent souvent proliférer dans un environnement confiné. Le stress mécanique externe peut considérablement altérer les fonctions essentielles de la cellule. Dans cet axe de recherche, nous étudions comment l'organisation nucléaire est altérée par le stress compressif et quelles en sont les conséquences sur l'intégrité du génome.
Séparation de phase en tant qu'organisateur nucléaire
Le noyau cellulaire contient des condensats sans membrane à l'intérieur desquels des protéines spécifiques sont plus fortement concentrées qu'ailleurs dans le noyau. Cette concentration accrue est supposée aider les protéines à se coordonner et à remplir collectivement leur fonction. La formation de tels foyers au bon endroit dans le noyau, et dans la bonne fenêtre temporelle, est essentielle pour le fonctionnement de la cellule. Cependant, la manière dont ces sous-compartiments sans membrane sont formés, maintenus ou désassemblés reste incertaine. Il est important de noter que la (dé)régulation de ces sous-compartiments est étroitement liée à la formation d'agrégats protéiques liés à l'apparition de maladies neurologiques. Plusieurs modèles sont intensivement débattus dans la littérature pour comprendre la nature physique des sous-compartiments (Figure de Miné-Hattab & Taddei 2019, art par Olga Markova). Parmi eux, une hypothèse intéressante est que les compartiments sans membrane résultent de la séparation des phases liquides et forment des gouttelettes. Bien que certaines données biochimiques et de microscopie à grand champ soutiennent cette hypothèse, ces observations sont à la limite de la résolution optique. Dans cet axe de recherche, nous utilisons des approches de microscopie à molécule unique pour distinguer plusieurs modèles de condensats.
contact: judith.mine-hattab@sorbonne-universite.fr
